Sensibilidad in vitro de cepas cubanas de Aspergillus spp. de origen clínico y ambiental
Resumen
Introducción. En Cuba se desconoce el comportamiento de la sensibilidad de Aspergillus spp. a los antifúngicos recomendados para el tratamiento de la aspergilosis: la anfotericina B, el itraconazol, el voriconazol y las equinocandinas. La influencia del ambiente puede condicionar la aparición de resistencia en estos microorganismos.
Objetivo. Evaluar la sensibilidad in vitro de cepas de Aspergillus spp. a la anfotericina B, el itraconazol y el voriconazol, y la relación de los patrones de sensibilidad con su origen.
Materiales y métodos. Se determinaron las concentraciones inhibitorias mínimas de la anfotericina B, el itraconazol y el voriconazol para 60 cepas de Aspergillus spp. de origen clínico y ambiental mediante el método M38-A2 del Clinical and Laboratory Standard Institute.
Resultados. Se encontraron 21 cepas resistentes a la anfotericina B (principalmente en muestras clínicas y ambientes hospitalarios) y tres cepas resistentes al itraconazol (en ambientes interiores y exteriores no hospitalarios). No se hallaron cepas resistentes al voriconazol. No se encontró relación entre el origen de las cepas y su sensibilidad.
Conclusiones. Se sugiere la posible existencia de factores ambientales o interacciones con genotipos resistentes que pueden dar origen a fenotipos resistentes en Cuba. Este es el primer reporte del país de cepas de Aspergillus spp. resistentes in vitro. Los resultados ameritan ampliar el estudio para incluir análisis moleculares y filogenéticos.
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Referencias bibliográficas
Bennett JW. Aspergillus: A primer for the novice. Med Mycol. 2009;47:5-12. https://doi.org/10.1080/13693780802712515
Stevens DA. Clinical aspergillosis for basic scientists. Med Mycol. 2009;47:1-4. https://doi.org/10.1080/13693780 802322232
Patterson TF, Thompson III GR, Denning DW, Fishman JA, Hadley S, Herbercht R, et al. Practice guidelines for the diagnosis and management of aspergillosis: 2016 update by the Infectious Diseases Society of America. Clin Infect Dis. 2016:63:1-60. https://doi.org/10.1093/cid/ciw326
Pham CD, Reiss E, Hagen F, Meis JF, Lockhart SR. Passive surveillance for azole-resistant Aspergillus fumigatus, United States, 2011-2013. Emerg Infect Dis. 2014;20:1498-503. https://doi.org/10.3201/eid2009.140142
Badiee P, Alborzi A, Moeini M, Haddadi P, Farshad S, Japoni A, et al. Antifungal susceptibility of the Aspergillus species by Etest and CLSI reference methods. Arch Iran Med. 2012;15:429-32.
Lass-Flörl C, Perkhofer S. In vitro susceptibility-testing in Aspergillus species. Mycoses. 2008;51:437-46. https://doi.org/10.1111/j.1439-0507.2008.01510.x.
Barnet HL, Hunter BB. Illustrated genera of imperfect fungi. Portland: MacMillan Publisher Co.; 1997. p. 218.
Klich MA, Pitt JI. A laboratory guide to the common Aspergillus species and their 19 teleomorphs. Canberra: CSIRO - Division of Food Processing; 2002. p. 116.
De Hoog GS, Guarro J, Gené J, Figueras MJ. Atlas of Clinical Fungi. Segunda edición. Centraalbureau voor Schimmelcultures, Utrecht: Universitat Rovira i Virgili, Reus; 2000. p. 442-519.
Clinical and Laboratory Standards Institute. Reference method for broth dilution antifungal susceptibility testing of filamentous fungi. Document M38-A2; Approved Standard. Second edition. Wayne: Clinical and Laboratory Standards Institute; 2008. p. 52.
Guinea J, Peláez T, Alcalá L, Bouza E. Correlation between the ETest and the CLSI M38-A microdilution method to determine the activity of amphotericin B, voriconazole, and itraconazole against clinical isolates of Aspergillus fumigatus. Diagn Micr Infec Dis. 2007;57:273-6. https://doi.org/10.1016/j.diagmicrobio.2006.09.003
Chakrabarti A. Drug resistance in fungi: An emerging problem. Regional Health Forum. 2011;15:97-103.
Ellis D. Amphotericin B: Spectrum and resistance. J Antimicrob Chemother. 2002;49:7-10. https://doi.org/10. 1093/jac/49.suppl_1.7
Knechtel SA, Klepser ME. Amphotericin B resistance: Epidemiology, mechanisms, and clinical relevance. J Invasive Fungal Infect. 2007;1:93-8.
Guarro J, Xavier MO, Severo LC. Differences and similarities amongst pathogenic Aspergillus species. En: Pasqualotto AC, editor. Aspergillosis: From diagnosis to prevention. Dordrecht: Springer; 2010. p. 7-32.
Lass-Flörl C, Izquierdo AA, Cuenca-Estrella M, Perkhofer S, Tudela JLR. In vitro activities of various antifungal drugs against Aspergillus terreus: Global assessment using the methodology of the European Committee on Antimicrobial Susceptibility Testing. Antimicrob Agents Chemother. 2009; 53:794-5. https://doi.org/10.1128/AAC.00335-08
Krishnan S, Manavathu EK, Chandrasekar PH. Aspergillus flavus: An emerging non- fumigatus Aspergillus species of significance. Mycoses. 2009;52:206-22. https://doi.org/10. 1111/j.1439-0507.2008.01642.x
Seo K, Akiyoshi H, Ohnishi Y. Alteration of cell wall com-position leads to amphotericin B resistance in Aspergillus flavus. Microbiol Immunol. 1999;43:1017-25. https://doi.org/10. 1111/j.1348-0421.1999.tb01231.x
Howard SJ, Harrison E, Bowyer P, Varga J, Denning DW. Cryptic species and azole resistance in the Aspergillus niger complex. Antimicrob Agents Chemother. 2011;55:4802-9. https://doi.org/10.1128/AAC.00304-11
Kaya AD, Kiraz N. In vitro susceptibilities of Aspergillus spp. causing otomycosis to amphotericin B, voriconazole and itraconazole. Mycoses. 2007;50:447-50. https://doi.org/10.1111/j.1439-0507.2007.01409.x
Gheith S, Saghrouni F, Bannour W, Ben Youssef Y, Khelif A, Normand AC, et al. In vitro susceptibility to amphotericin B, itraconazole, voriconazole, posaconazole and caspofungin of Aspergillus spp. isolated from patients with haematological malignancies in Tunisia. Springerplus. 2014;3:1-8. https://doi.org/10.1186/2193-1801-3-19
Almaguer M, Rojas-Flores TI. Aeromicota viable de la atmósfera de La Habana, Cuba. Nova Acta Cient Compostel Biol. 2013;20:35-45.
Rojas TI, Martínez E, Aira MJ, Almaguer M. Aeromicota de ambientes internos: comparación de métodos de muestreo. Boletín Micológico. 2008;23:67-73.
Bernal-Martínez L, Alastruey-Izquierdo A, Cuenca-Estrella M. Diagnostics and susceptibility testing in Aspergillus. Future Microbiol. 2016;11:315-28. https://doi.org/10.2217/fmb.15.140
Vadlapudi V. Antifungal resistance of few Aspergillus species. Pharmacophore. 2011;2:163-7.
van der Linden JW, Warris A, Verweij PE. Aspergillus species intrinsically resistant to antifungal agents. Med Mycol. 2011;49:82-9. https://doi.org/10.3109/13693786.2010.499916
Tokarzewski S, Ziółkowska G, Nowakiewicz A. Suscep-tibility testing of Aspergillus niger strains isolated from poultry to antifungal drugs – a comparative study of the disk diffusion, broth microdilution (M 38-A) and Etest® methods. Pol J Vet Sci. 2012;15:125-33. https://doi.org/10.2478/v10181-011-0123-7
Pfaller M, Messer SA, Boyken L, Rice C, Tendolkar S, Hollis RJ, et al. In vitro survey of triazole cross-resistance among more than 700 clinical isolates of Aspergillus species. J Clin Microbiol. 2008;46:2568-72. https://doi.org/10.1128/JCM.00535-08
Pemán J, Salavert M, Cantón E, Jarque I, Romá E, Zaragoza R, et al. Voriconazole in the management of nosocomial invasive fungal infections. Ther Clin Risk Manag. 2006;2:129-58.
Mayr A, Aigner M, Lass-Flörl C. Caspofungin: When and how? The microbiologist’s view. Mycoses. 2011;55:27-35. https://doi.org/10.1111/j.1439-0507.2011.02039.x
Chen SCA, Slavin MA, Sorrell TC. Echinocandin antifungal drugs in fungal infections: A comparison. Drugs. 2011;71:11-41. https://doi.org/10.2165/11585270-000000000-00000
Lockhart SR, Zimbeck AJ, Baddley JW, Marr KA, Andes DR, Walsh TJ, et al. In vitro echinocandin susceptibility of Aspergillus isolates from patients enrolled in the transplant-associated infection surveillance network. Antimicrob Agents Chemother. 2011;55:3944-6.
Messer SA, Jones RN, Moet GJ, Kirby JT, Castanheira M. Potency of anidulafungin compared to nine other antifungal agents tested against Candida spp., Cryptococcus spp., and Aspergillus spp.: Results from the global sentry antimicrobial surveillance program (2008). J Clin Microbiol. 2010;48:2984-7. https://doi.org/10.1128/JCM.00328-10
Badali H, Vaezi A, Haghani I, Yazdanparast SA, Hedayati MT, Mousavi B, et al. Environmental study of azole-resistant Aspergillus fumigatus with TR34 /L98H mutations in the cyp51A gene in Iran. Mycoses. 2013;56:659-63. https://doi.org/10.1111/myc.12089
Faria-Ramos I, Farinha S, Neves-Maia J, Tavares PR, Miranda IM, Estevinho LM, et al. Development of cross-resistance by Aspergillus fumigatus to clinical azoles following exposure to prochloraz, an agricultural azole. BMC Microbiol. 2014;14:1-5. https://doi.org/10.1186/1471-2180-14-155
Lopetegui CM, Menéndez GMM, Pérez YT, López ME, Castillo EM. Aplicaciones de la aerobiología en el sistema de predicción y vigilancia de la enfermedad moho azul del tabaco en la provincia Pinar del Río, Cuba. Avances. 2006;8:1-11.
Monteil MA. Saharan dust clouds and human health in the English-speaking Caribbean: What we know and don’t know. Environ Geochem Health. 2008;30:339-43.
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- Ana María García, Orville Hernández, Beatriz H. Aristizábal, Luz Elena Cano, Juan G. McEwen, Ángela Restrepo, Identificación de algunos genes asociados al proceso de germinación de la conidia al micelio en Paracoccidioides brasiliensis , Biomédica: Vol. 29 Núm. 3 (2009)
- Patricia Escandón, Popchai Ngamskulrungroj, Wieland Meyer, Elizabeth Castañeda, Determinación in vitro de la pareja sexual en aislamientos del complejo Cryptococcus neoformans , Biomédica: Vol. 27 Núm. 2 (2007)
- Jacqueline Chaparro, Moisés Wasserrnanz, Adecuación de una prueba radiométrica para la detección de resistencia múltiple de Plasmodium falciparum a medicamentos , Biomédica: Vol. 19 Núm. 1 (1999)
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- José M. Oñate, Angela María Tobón, Angela Restrepo, Insuficiencia suprarrenal secundaria a paracoccidioidomicosis. , Biomédica: Vol. 22 Núm. 3 (2002)
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- Ernesto Montoro, Miguel Echemendía, Dihadenys Lemus, Antonio Marrero, María J. Llanes, José A. Valdivia, Vigilancia de la resistencia de Mycobacterium tuberculosis a las drogas antituberculosas en Cuba, 1995-1998. , Biomédica: Vol. 24 (2004): Suplemento 1
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