Nueva actividad de los timocitos estimulada por el veneno de la serpiente de cascabel (Crotalus durissus cumanensis)
Resumen
Introducción. El timo es activo principalmente durante los períodos neonatal y preadolescente.
Objetivo. Probar la proliferación de los timocitos tempranos y la estimulación de monocitos que producen.
Materiales y métodos. Se recogió tejido de timo fresco después de la cirugía de ratones recién nacidos. La suspensión de células se colocó sobre un soporte de Ficoll-Hypaque. Las células obtenidas (timocitos) se cultivaron y se midió la proliferación de células T vírgenes estimuladas por el veneno de Crotalus durissus cumanensis (Cdc) en dosis subletales (20 ng). A continuación, se agregó AlamarBlue™ a los pocillos y se incubaron durante 5 horas para evaluar la proliferación. Se recogieron células mononucleares de sangre periférica de ratones y se colocaron sobre un soporte de solución de Ficoll-Hypaque. Los timocitos que se dividieron activamente (25 x 105 células) a partir de los cultivos estimulados con veneno de Cdc (20 ng/pocillo) y se agregaron a los cultivos de monocitos recién obtenidos de la separación en la solución de Ficoll-Hypaque. Ambas poblaciones celulares se incubaron durante 36 horas hasta que los monocitos maduraron a macrófagos.
Resultados. Los timocitos tempranos experimentaron una rápida proliferación estimulada por el veneno de Cdc (NTCdc) y, posteriormente, indujeron la maduración y la función de las células progenitoras de monocitos, los cuales maduraron a macrófagos, que se tiñeron con tinta china.
Conclusiones. Los timocitos tempranos proliferaron con la estimulación del veneno de Cdc y, posteriormente, el NT/Cdc indujo la maduración rápida y la función de las células progenitoras de monocitos, transformándose en macrófagos con sus características fenotípicas.
Descargas
Referencias bibliográficas
Markert ML, Devlin BH, Chinn IK, McCarthy EA. Thymus transplantation in complete DiGeorge anomaly. Immunol Res. 2009;44:61-70. https://doi.org/10.1007/s12026-008-8082-5
Hernández-Cruz S, García-Jiménez R, Zucatelli-Mendonc A, Petricevich VL. Pro- and antiinflammatory cytokines release in mice injected with Crotalus durissus terrificus venom. Mediators Inflamm. 2008;2008:874962. https://doi.org/10.1155/2008/874962
Holland AM, van den Brink MR. Rejuvenation of the aging T cell compartment. Curr Opin Immunol. 2009;21:454-9. https://doi.org/10.1016/j.coi.2009.06.002
van den Broek T, Borghans JAM, van Wijk F. The full spectrum of human naive T cells. Nat Rev Immunol. 2018;18:363-73. https://doi.org/10.1038/s41577-018-0001-y
van den Brink MR, Velardi E, Perales MA. Immune reconstitution following stem cell transplantation. Hematology Am Soc Hematol Educ Program. 2015;2015:215-9.
https://doi.org/10.1182/asheducation-2015.1.215
Tominaga K, Kinoshita Y, Hato F, Masudå A, Matsuyama M. Effects of cholinergic agonists on the proliferation and protein synthesis in a cultured thymic epithelial cell line. Cell Mol Biol. 1989;35:679-86.
Chang C. Looking back on the discovery of alpha-bungarotoxin. J Biomed Sci. 1999;6:368-75. https://doi.org/10.1007/BF02253668
National Research Council (US) Institute for Laboratory Animal Research. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. Washington, D.C.: National Academies Press; 1996.
Stadnyk AW, Befus AD, Gauldie J. Characterization of nonspecific esterase activity in macrophages and intestinal epithelium of the rat. J Histochem Cytochem. 1990;38:1-6. https://doi.org/10.1177/38.1.1688447
Nakul-Aquaronne D, Bayle J, Frelin C. Coexpression of endothelial markers and CD14 by cytokine mobilized CD34+ cells under angiogenic stimulation. Cardiovasc Res. 2003;57:816-23. https://doi.org/10.1016/s0008-6363(02)00776-9
Gowans JL, Gesner BM, McGregor DD. The immunological activity of lymphocytes. In: Wolstenholme GEW, O’Connor M, editors. Biological activity of the leucocyte. London, England: Ciba Foundation Study Group; 1961. p. 32.
Miller JFAP: Effect of neonatal thymectomy on the immunological responsiveness of the mouse. Proc Roy Soc London. 1962;156B:410-28.
Miller JFAP. Immunological function of the thymus. Lancet. 1961;2:748-9. https://doi.org/10.1016/s0140-6736(61)90693-6
Miller JFAP: Aetiology and pathogenesis of mouse leukaemia. Adv Cancer Res 1961;6:291-368. https://doi.org/10.1016/s0065-230x(08)60623-5
Beard J. The source of leucocytes and the true function of the thymus. Anat Anz. 1990;18:550-60.
Gordon S, Taylor PR. Monocyte and macrophage heterogeneity. Nat Rev Immunol. 2005;5:953-64. https://doi.org/10.1038/nri1733
Murray PJ, Wynn TA. Protective and pathogenic functions of macrophage subsets. Nat Rev Immunol. 2011;11:723-37. https://doi.org/10.1038/nri3073
Muftuoglu TM, Koksal N, Ozkutlu D. Evaluation of phagocytic function of macrophages in rats after partial splenectomy. J Am Coll Surg. 2000;191:668-71. https://doi.org/10.1016/s1072-7515(00)00739-0
Bredenkamp N, Nowell CS, Blackburn CC. Regeneration of the aged thymus by a single transcription factor. Development. 2014;141:1627. https://doi.org/10.1242/dev.103614
Rosenblum MD, Gratz IK, Paw JS, Abbas AK. Treating human autoimmunity: current practice and future prospects. Sci Transl Med. 2012;4:125sr1. https://doi.org/10.1126/scitranslmed.3003504
Hur J, Yoon CH, Kim HS, Choi JH, Kang HJ, Hwang KK, et al. Characterization of two types of endothelial progenitor cells and their different contributions to neovasculogenesis. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 2004;24:288-93. https://doi.org/10.1161/01.ATV.0000114236.77009.06
Vergadi E, Ieronymaki E, Lyroni K, Vaporidi K, Tsatsanis C. Akt signaling pathway in macrophage activation and M1/M2 polarization. J Immunol. 2017;198:1006-14. https://doi.org/10.4049/jimmunol.1601515
| Estadísticas de artículo | |
|---|---|
| Vistas de resúmenes | |
| Vistas de PDF | |
| Descargas de PDF | |
| Vistas de HTML | |
| Otras vistas | |
Datos de los fondos
-
Consejo de Desarrollo Científico y Humanístico, Universidad Central de Venezuela
Números de la subvención PG: 09-8760-2013
